Nova estratégia de triagem celular aumenta a pureza das células estaminais para a produção de carne em cultura
Ao otimizar as combinações de marcadores de superfície celular, o estudo melhora significativamente a pureza das células estaminais e o potencial miogénico durante a passagem, oferecendo uma fonte robusta de células semente essenciais para o avanço das tecnologias de carne cultivada.
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A tecnologia da carne de cultura, que cultiva células estaminais derivadas de animais em produtos de carne comestíveis, apresenta uma alternativa ecológica à criação tradicional de gado. As MuSCs são essenciais para a produção de fibras de carne, mas o isolamento de populações puras a partir de tecido muscular complexo tem sido difícil. Além disso, os métodos normais de seleção de células resultam frequentemente numa diminuição da capacidade de estaminação e diferenciação durante a expansão celular. A resolução destas limitações é crucial para a produção de produtos de carne de cultura viáveis e escaláveis. Com base nestes desafios, existe uma necessidade urgente de desenvolver estratégias melhoradas para isolar e manter as células estaminais musculares funcionais para a produção de carne em cultura.
Um estudo (DOI: 10.48130/fmr-0025-0001) publicado na Food Materials Research em 28 de fevereiro de 2025 pela equipa de Renpeng Guo, Shijie Ding e Guanghong Zhou, da Universidade Agrícola de Nanjing, oferece um método fiável e escalável para produzir células estaminais de alta qualidade, cruciais para o fabrico de carne de cultura.
Para otimizar o isolamento de MuSCs porcinas, os investigadores aplicaram inicialmente o método de Ding, utilizando a digestão enzimática para obter células mononucleares do tecido muscular de leitões, seguida de coloração com anticorpos fluorescentes (CD31, CD45, CD56 e CD29) e triagem de células activadas por fluorescência (FACS) para isolar MuSCs CD31-/CD45-/CD29+/CD56+. Embora este método tenha atingido inicialmente uma população de células positivas para PAX7 de 85%, as passagens sucessivas conduziram a uma diminuição drástica do stemness, com a expressão de PAX7 a cair para 16,7% e a capacidade de fusão miogénica a diminuir para cerca de 33% na passagem cinco (P5). Para resolver estas limitações, foi desenvolvida uma nova estratégia que incorpora os marcadores CD31, CD45, JAM1, ITGA5 e ITGA7. Ao selecionar as células CD31-/CD45-/JAM1- e subdividindo-as com base na expressão de ITGA5 e ITGA7, foram identificadas três populações: ITGA5+/ITGA7- (FAPs), ITGA5+/ITGA7+ (SMCs) e ITGA5-/ITGA7+ (MuSCs). As análises de imunofluorescência, qPCR e Western blot revelaram que o método refinado alcançou maior pureza, com mais de 90% de MuSCs PAX7-positivas, maior especificidade dos marcadores PDGFRA e CNN1 para FAPs e SMCs, respetivamente, e uma morfologia celular significativamente mais uniforme. A sequenciação do transcriptoma validou ainda mais estas identidades, confirmando perfis de expressão genética distintos e um enriquecimento significativo nas vias de desenvolvimento do músculo esquelético para o grupo enriquecido com MuSC. Funcionalmente, as MuSCs 5-7+ apresentaram um potencial de diferenciação superior, atingindo uma taxa de fusão de miotubos de 90% em comparação com 61% utilizando o método convencional, e mantiveram uma expressão PAX7 mais elevada e marcadores celulares contaminantes mais baixos em várias passagens. Em conjunto, esta nova estratégia de triagem melhora significativamente o isolamento, a expansão e o desempenho miogénico das MuSCs porcinas, proporcionando uma fonte de células mais robusta para a produção de carne em cultura.
Em resumo, este estudo estabelece uma base crítica para a produção em larga escala de carne de porco cultivada, abrindo caminho para alternativas de carne sustentáveis, éticas e de alta qualidade.
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